Einleitung
Reinheit ist bei Forschungspeptiden kein Marketing-Wert. Sie ist die Voraussetzung dafür, dass ein In-vitro-Experiment überhaupt interpretierbar bleibt. Eine 92-%-Charge enthält nicht bloss eine etwas andere Konzentration: sie enthält 8 % Verunreinigungen, deren biologische Aktivität in der Regel nicht charakterisiert ist und die ein Assay-Ergebnis vollständig verschieben können.
Dieser Artikel beschreibt die Pipeline, mit der wir gemeinsam mit Janoshik Labs jede Charge testen, bevor sie freigegeben wird. Methode, Säulenwahl, Auswertung. Und: warum wir bei einer Peakflächen-Reinheit von ≥ 98 % freigeben, nicht bei den oft kommunizierten ≥ 99 %.
[!NOTE] Alle hier gezeigten Daten stammen aus realen, veröffentlichten Chargen-Analysen. Die zugehörigen CoAs sind unter janoshik.com/verification öffentlich verifizierbar.
Methode
Die Pipeline besteht aus vier Schritten: Probenvorbereitung, Trennung per Reverse-Phase-HPLC, UV-Detektion bei 220 nm sowie paralleler Massen-Bestätigung per ESI-MS. Wir laufen jede Charge doppelt: einmal direkt nach Eingang, ein zweites Mal nach 30 Tagen Lagerung bei –24 °C, um Zerfallsdrift früh zu erkennen.
Säulenwahl & Mobilphase
Standardmäßig nutzen wir eine C18-Säule (250 × 4,6 mm, 5 µm) mit einem TFA-modifizierten Acetonitril/Wasser-Gradienten. Für stark hydrophobe Sequenzen (z. B. lipidierte GLP-1-Agonisten) wechseln wir auf eine C8-Phase mit angepasster Initial-Konzentration.
Standardparameter
- Säule: C18, 250 × 4,6 mm, 5 µm Partikel
- Flussrate: 1,0 mL/min
- Detektion: UV 220 nm (Hauptkanal), 280 nm (Nebenkanal)
- Injektionsvolumen: 20 µL einer 1 mg/mL-Lösung
- Laufzeit: 35 min linearer Gradient + 5 min Konditionierung
Probenvorbereitung
Lyophilisate werden in 0,1 % TFA in Wasser auf 1 mg/mL gelöst, kurz vortexiert und für 60 Sekunden bei 14 000 × g zentrifugiert, um etwaige unlösliche Partikel zu entfernen. Aus dem Überstand wird in das HPLC-Vial pipettiert.
Eine schlecht vorbereitete Probe macht den besten Detektor blind. Die Reinheits-Zahl, die hinten herauskommt, ist nur so gut wie der Tropfen, der vorne ins System geht.
Auswertung
Die prozentuale Reinheit ergibt sich aus dem Verhältnis der Peakfläche der Hauptsubstanz zur Summe aller integrierten Peakflächen im UV-220-nm-Chromatogramm:
TEXTreinheit_% = (A_haupt / Σ A_alle) × 100
# Beispiel Lot CS-se5-0116:
# A_haupt = 4 218 421
# Σ A_alle = 4 252 612
# → 4218421 / 4252612 × 100 = 99.20 %
Reinheitsdaten · letzte 30 Chargen
Aggregierte Werte aus den 30 zuletzt veröffentlichten CoAs:
| Substanz | Chargen | Ø Reinheit | Min | Max |
|---|---|---|---|---|
| Tirzepatid 5 mg | 8 | 99,18 % | 98,74 % | 99,42 % |
| Semaglutid 5 mg | 7 | 98,92 % | 98,31 % | 99,18 % |
| BPC-157 5 mg | 6 | 99,05 % | 98,62 % | 99,34 % |
| GHK-Cu 50 mg | 5 | 98,41 % | 98,02 % | 98,81 % |
| NAD+ 500 mg | 4 | 98,77 % | 98,19 % | 99,04 % |
Grenzen der Methode
HPLC-UV bei 220 nm ist robust und gut etabliert, hat aber Schattenseiten:
- Co-eluierende Verunreinigungen mit identischer Retentionszeit werden nicht aufgelöst. Genau dafür gibt es die parallele MS-Bestätigung.
- Sehr kurze Sequenzen (≤ 4 AA) zeigen schwache UV-Absorption und benötigen eine sensitivere Wellenlänge oder ELSD.
- Endotoxin- und Restsolvenzmessungen sind nicht Teil der Reinheits-Zahl und werden separat bestimmt.
[!WARNING] Die hier beschriebene Pipeline gilt für strikt in-vitro-Forschungsanwendungen. Sie ist nicht äquivalent zu einer GMP-Pharmazie-Freigabe und ersetzt keine klinische Charge.
Fazit
Eine reproduzierbare HPLC-Pipeline ist die Basis jeder seriösen Peptid-Beschaffung. Wir veröffentlichen jede einzelne Charge. Wer nachschauen möchte, findet Lot, Methode und Chromatogramm-Auswertung im jeweiligen CoA. Wenn etwas in den Daten nicht stimmt, schreibt uns: labs@chromepeps.com.
[!IMPORTANT] Forschungsgebrauch: Inhalt dieses Artikels bezieht sich ausdrücklich auf In-vitro- und Laborkontexte. Keine Empfehlung für Anwendung am Menschen.